LUX-MS macht die Proteinlandschaft der immunologischen Synapse sichtbar

Am 4. November 2026 wird es an der Universitätsmedizin Greifswald sehr klein, sehr genau und ziemlich grundlegend: Im Hörsaal Nord spricht Prof. Bernd Wollscheid von der ETH Zürich über die funktionelle nanoskalige Organisation von Proteinen in der immunologischen Synapse. Der Vortrag „Resolving the functional protein nanoscale organization of the immunological synapse“ beginnt um 17:00 Uhr und dauert bis 18:00 Uhr.

Wollscheid leitet an der ETH Zürich das Institut für Molekulare und Translationale Medizin sowie die Biomedical Proteomics Platform. Seine Forschung bewegt sich dort, wo klinische Entscheidungen, Proteine und moderne Analytik ineinandergreifen. Ein Teil des Vortrags widmet sich multi-omischen und funktionellen Analysen von Patientenproben zur Unterstützung molekularer Tumorboards. In der Tumor Profiler Study flossen solche Daten bei fortgeschrittenem Melanom in die meisten Therapieentscheidungen ein. In der RAPID-01-Studie wird Pharmakoskopie eingesetzt, um Therapien für Leukämie auszuwählen.

Von Tumorproben zur lebenden Zelloberfläche

Der zweite Schwerpunkt heißt LUX-MS. Mit dieser lichtgesteuerten optoproteomischen Technologie lassen sich Protein-Nachbarschaften auf der Oberfläche lebender Zellen kartieren. Wollscheids Team untersuchte damit die immunologische Synapse, die der bispezifische Antikörper Glofitamab zwischen T-Zellen und Lymphomzellen bildet. Dabei wurden 48 Ligand-Rezeptor-Paare identifiziert – darunter mögliche Kombinationspartner für weitere Therapien.

Die Grundlagen dieser Methode wurden in einer Publikation von Maik Müller und weiteren Autoren in Nature Communications beschrieben, erschienen am 2. Dezember 2021 als Artikel 7036. Das Prinzip klingt zunächst fast simpel: Ein lichtaktivierter Singulett-Sauerstoff-Generator, kurz SOG, wird an einen Antikörper, ein Medikament, ein Biomolekül, ein Virus oder ein Antigen gekoppelt. Nach der Beleuchtung oxidiert der entstehende Singulett-Sauerstoff Proteine in unmittelbarer Nähe. Oxidierte Histidine werden anschließend mit einem Biotin-Hydrazid-Linker markiert; die biotinylierten Proteine lassen sich anreichern und massenspektrometrisch identifizieren.

LUX-MS arbeitet an lebenden Zellen, ohne genetische Manipulation, und lässt sich zeitlich per Licht steuern. In-vitro-Untersuchungen zeigten, dass Histidin, Cystein, Tryptophan, Tyrosin und Methionin durch Licht oxidiert werden können. Besonders die oxidierten Histidine ermöglichten eine stabile Biotinylierung. Ein automatisierter, robotergestützter Workflow verarbeitete viele Proben im 96-Well-Format. Schweres Wasser, D₂O, und veränderte pH-Bedingungen steigerten die Markierung. Der Singulett-Sauerstoff lebt etwa 3,5 Mikrosekunden und erreicht damit eine Reichweite zwischen enzymatischen und sehr kurzlebigen photochemischen Markierungssystemen.

Was in der Nachbarschaft von Rezeptoren passiert

Für das Antikörper-Mapping wurde Anti-CD20-SOG an menschlichen peripheren Blutmononukleären Zellen getestet. Etwa 8 Prozent der erfassten Zellen banden den Antikörper – genau der erwartete Anteil CD20-positiver Zellen. Nach fünf Minuten Beleuchtung waren 96 Prozent der gebundenen, nicht aber der ungebundenen Zellen an ihrer Oberfläche biotinyliert.

In B-Lymphomzellen quantifizierten die Forschenden 1.674 Proteine. 63 davon waren nach der Beleuchtung deutlich angereichert, 84 Prozent dieser Proteine waren bekannte Oberflächenproteine. Darunter fanden sich CD20, MHC-Klasse-II-Proteine, CD37, CD298 und CD71 sowie Bestandteile des IgM-B-Zell-Rezeptorkomplexes und CD19. Die Ergebnisse passten zu den bekannten funktionellen und räumlichen Beziehungen von CD20 zum B-Zell-Rezeptor. In D₂O wurden 172 CD20-nahe Kandidaten identifiziert, in Wasser waren es 118. Antikörper gegen CD38, CD54, CD166 und CD220 zeigten jeweils andere Rezeptor-Mikroumgebungen.

Auch ein kleiner Wirkstoff wurde auf diese Weise verfolgt. Der zytotoxische Wirkstoff CG1 wurde an einen SOG gekoppelt. Freies CG1 hemmte HL60-Leukämiezellen mit einer IC₅₀ von 3,5 nM; CG1-SOG blieb mit einer IC₅₀ von 93 nM wirksam. Wurde CG1 dagegen an HRP gekoppelt, verschwand die Arzneimittelwirkung nahezu vollständig. LUX-MS fand 48 Proteine in der Nähe von CG1, darunter ATP1B3 als Bestandteil der Na⁺/K⁺-ATPase und den Oberflächenrezeptor CD147/Basigin. Damit lassen sich auch unbekannte Rezeptoren und wirkstoffnahe Oberflächenbereiche kleiner Moleküle erfassen.

Bei Biomolekülen markierten Insulin und Transferrin jeweils mit Thiorhodamin-SOG gekoppelt ihre Umgebung. Insulin erfasste die Rezeptoren INSR und IGF1R, Transferrin den Transferrinrezeptor TFRC. Zusätzlich tauchten CD22 und der Mannose-6-Phosphat-Rezeptor M6PR in der Transferrin-nahen Umgebung auf. So werden auch Oberflächenbereiche sekretierter Signalmoleküle zugänglich.

Wenn Viren, Bakterien und T-Zellen ins Bild kommen

Das antimikrobielle Peptid Thanatin wurde an einen SOG gekoppelt und in Escherichia coli eingesetzt. Mehrere äußere Membran- und Periplasmaproteine wurden angereichert. Die bekannten Thanatin-Ziele LptA und LptD gehörten zu den am stärksten angereicherten Proteinen; zusätzlich lagen BamA und BamC in räumlicher Nähe. Die Daten ordneten Thanatin damit in den räumlichen Kontext der Lpt- und Bam-Komplexe ein.

Für die Virusforschung wurde ein SOG an Bakteriophagen gekoppelt, die Listeria monocytogenes über Teichonsäure erkennen. Die Markierung war lichtabhängig und erreichte bei einer Multiplizität der Infektion von 10 nach 15 Minuten ein Sättigungsniveau. Insgesamt wurden 146 Proteine angereichert: 19 Phagenproteine und 127 Proteine von L. monocytogenes. Identifiziert wurden Bestandteile von Kapsid, Schwanz und Basalplatte ebenso wie Proteine für DNA-Replikation, Transkription und die Immunabwehr des Phagen.

Von den Listerienproteinen waren 81 extrazellulär und 8 intrazellulär annotiert. Dazu gehörten unter anderem die Virulenzfaktoren Internalin A und B sowie ActA und ABC-Transporter. Zwei stark angereicherte Kandidaten bestätigten die Forschenden durch HA-Markierung und Immunfluoreszenzmikroskopie an der Zelloberfläche. Die Methode lieferte eine breitere Oberflächenabdeckung als frühere Verfahren wie Trypsin-Abspaltung, oberflächenbegrenzte Biotinylierung oder Zellfraktionierung.

Besonders passend zum Greifswalder Vortrag ist das Experiment mit einer immunologischen Synapse. Das LCMV-Peptid gp33-41 wurde mit SOG gekoppelt, von dendritischen Zellen präsentiert und aktivierte weiterhin gp33-spezifische CD8⁺-T-Zellen. In einem Zwei-Zell-System wurden dendritische Zellen und T-Zellen isotopenmarkiert, 30 Minuten gemeinsam kultiviert und anschließend analysiert.

Die Analyse ergab 4.811 Proteingruppen, die den beiden Zelltypen zugeordnet wurden. Angereichert waren Bestandteile der primären Signalachse: MHC-Klasse I auf dendritischen Zellen sowie der gp33-spezifische T-Zell-Rezeptor und CD8 auf T-Zellen. Hinzu kamen CD86–CD28-Kostimulation, CD2–CD48, CD5 und CD6, LFA-1, ICAM-1 und VLA-4 sowie die Tetraspanine CD9, CD81, CD82 und CD151.

CD45 beziehungsweise PTPRC wurde auf T-Zellen nicht in der Synapse gefunden – passend dazu, dass dieses Protein bekanntermaßen aus der immunologischen Synapse ausgeschlossen wird. Auf naiven CD8⁺-T-Zellen ließen sich dort LAMP-1, LAMP-2, CD68 und die Cathepsine B, D und Z nachweisen. Perfor